Извлечение атропина, гиосциамина и скополамина из трупного материала в зависимости от pH среды

Для химического доказательства наличия атропина, гиосциамина и скополамина при судебнохимическом анализе вначале производится изолирование этих алкалоидов.

Описаны разнообразные методы их излечения и последующего количественного определения. Рекомендуемые методы количественного определения атропина и его аналогов, выделенных из биологического материала, в большинстве случаев являются не специфическими.

Мы поставили задачу изучить оптимальные условия изолирования атропина, гиосциамина и скополамина из биологического материала и разработать метод количественного определения этих алкалоидов.

Нами изучены условия извлечения алкалоидов группы тропана из водных растворов в зависимости от pH среды и природы органического растворителя и установлено, что указанные вещества лучше всего извлекаются дихлорэтаном при pH 9,5—11,5, затем хлороформом, бензолом, эфиром, бензином и петролейным эфиром. В связи с этим возникла необходимость проверить влияние pH и природы органического растворителя на степень изолирования атропина, гиосциамина и скополамина из биологического материала.

По литературным данным, при отравлении атропином и его аналогами (гиосциамином и скополамином) наибольшее количество этих алкалоидов локализуется в печени трупа. Она же чаще всего поступает на анализ в судебнохимические лаборатории для решения вопроса об отравлении.

В начале нами были проведены опыты по изучению влияния pH среды, создаваемой при помощи универсального буферного раствора, на степень экстрагирования атропина, гиосциамина и скополамина из печени трупа. При этом применялась универсальная буферная смесь с pH от 1,2 д о 10,0.

К 100 г измельченной печени трупа прибавляли 20 мг сернокислого атропина в 10 мл воды и смесь оставляли стоять в течение 5 часов при частом помешивании для того, чтобы соль алкалоида равномерно распределилась в трупном материале. Через 5 часов измельченную печень заливали буферной смесью с точно установленным pH до покрытия трупного материала жидкостью, настаивали в течение 15 часов при 20° и периодическом помешивании, процеживали через марлю, отделенную жидкость фильтровали через складчатый бумажный фильтр, а твердый остаток, собранный на марле и складчатом фильтре, соединяли, заливали 20 мл буфера с тем же pH и оставляли на 2 часа. После 2-часового настаивания поступали, как указано выше. Остаток на фильтре промывали новой порцией того же буфера. В объединенном фильтрате измеряли pH при помощи стеклянного электрода. Фильтрат троекратно извлекали равным объемом дихлорэтана в течение 15 минут. Дихлорэтановое извлечение в дальнейшем не исследовали (в случае извлечения из кислой среды до pH 4,5).

Таблица 1

Степень извлечения атропина, гиосциамина и скополамина дихлорэтаном при различном pH из искусственной смеси этих алкалоидов и печени трупа (20 мг соли алкалоида в 100 г печени трупа)

К водному остатку прибавляли раствор едкого натра до достижения pH 9,5—11,5, так как при этих pH из водных растворов дихлорэтаном лучше всего экстрагируются атропин, скополамин и гиосциамин.

Из щелочного раствора алкалоиды троекратно извлекали дихлорэтаном по 30 мл. Соединенные дихлорэтановые извлечения фильтровали в колбочку и дихлорэтан удаляли путем испарения при температуре

35—40°. В колбочку к сухому остатку алкалоида прибавляли 10 мл

0,1 н. раствора серной кислоты, закрывали пробкой, снабженной обратным холодильником, и смесь нагревали на водяной бане до полного растворения остатка. Всплывшие на поверхность жидкости жиры и другие вещества отфильтровывали, а в очищенном фильтрате проводили качественное и количественное определение полученного алкалоида.

Для идентификации алкалоидов группы тропана мы пользовались микрокристаллическими реакциями, основанными на реакции атропина с бромной водой и на реакции атропина, гиосциамина и скополамина с солью Рейнике, а также реакцией Витали. Растворы алкалоидов, полученные по вышеописанной методике извлечения, были чистыми и образование кристаллов, а также наступление фиолетового окрашивания при реакции Витали происходило довольно быстро.

Количественное определение полученных алкалоидов производили фотоэлектроколориметрическим способом, основанным на реакции атропина, гиосциамина и скополамина с п-диметиламинобензальдегидом в концентрированной серной кислоте, используя для этой цели фотоэлектроколориметр системы ФЭК-М (светофильтр № 2, кювета 3,05).

Таблица 2

Извлечение атропина в зависимости от природы веществ, применяемых для подкисления исследуемого объекта

Результаты количественного определения атропина, гиосциамина и скополамина, извлеченных из трупного материала дихлорэтаном при различном pH, приведены в табл. 1.

Из табл. 1 следует, что изучаемые нами алкалоиды изолируются из исследуемого объекта лучше всего при pH от 4,0 до 5,0.

Для создания кислой среды при отделении алкалоидов из печени, кроме буферной смеси, мы применили растворы винной и щавелевой кислот. Измельченную печень в количестве 100 г смешивали с 20 мг сернокислого атропина в 10 мл воды, смесь настаивали в течение 5 часов при периодическом помешивании, после чего материал, содержащий атропин, заливали в одном случае универсальным буферным раствором с pH 3,0, в другом случае—водным раствором щавелевой, а в третьем — раствором виннокаменной кислоты с таким же pH. Смеси спустя 20 минут доводили соответствующей кислотой или буфером до pH 3,0. Исследуемую печень настаивали в течение 15 часов при температуре 20°, фильтровали и в фильтрате доводили pH до 4,0. Контроль величины pH во всех вытяжках проводился при помощи стеклянного электрода. После этого проводили троекратную экстракцию алкалоидов дихлорэтаном из кислой среды, а потом из щелочной среды при pH 9,5—11,0.

Результаты опытов приведены в табл. 2.

Таблица 3

Извлечение атропина из трупного материала различными методами

Таблица 4

Содержание атропина и скополамина в органах животных

Кроме этого, была сделана сравнительная оценка некоторых методов изолирования атропина, предварительно прибавленного к трупному материалу. Атропин извлекали по методу Стас—Отто в модификации А. В. Степанова и по методу А. А. Васильевой. Одновременно проводили отделение атропина из трупного материала при помощи буферных растворов, как указано выше.

Трупный материал гомогенизировался и делился на 3 равные части. К каждой из этих частей прибавлялось 20 мг сернокислого атропина. В первой пробе извлекали атропин по методу Стас-Отто, во второй — по методу А. А. Васильевой, а в третьей — при помощи универсальной буферной смеси с pH 3,0.

Каждое извлечение впоследствии обрабатывали соответствующим образом. Количественное определение атропина во всех случаях производили при помощи фотоэлектроколориметрического способа, основанного на реакции данного алкалоида с п-диметиламинобензальдегидом в концентрированной серной кислоте.

Из табл. 3 следует, что подкисленной водой (буферный раствор, раствор щавелевой кислоты) атропин извлекается лучше, чем подкисленным спиртом. Однако более воспроизводимые результаты получаются в том случае, если подкисление производится до точно установленного pH.

Последним этапом нашего исследования было извлечение атропина и скополамина из органов отравленных собак.

Различного возраста и веса собак травили атропином и скополамином, при помощи зонда. На исследование из трупа каждой погибшей от введения алкалоида собаки были взяты желудок с содержимым, кишечник с содержимым, печень, почки, сердце, мозг, а в некоторых случаях — моча и рвотные массы.

Алкалоиды изолировали при помощи буферных растворов по вышеуказанной методике. Количественное определение извлеченного алкалоида производили при помощи фотоэлектроколориметрического метода, основанного на реакции атропина и скополамина с п-диметиламинобензальдегидом в концентрированной серной кислоте.

Результаты приведены в табл. 4.

Выводы

1. Алкалоиды группы тропана лучше изолируются из трупного материала подкисленной водой, чем подкисленным спиртом.
2. Атропин, гиосциамин и скополамин лучше всего переходят из трупного материала в подкисленную воду при pH 4,0—5,0.
3. Более воспроизводимые результаты извлечения алкалоидов подкисленной водой получаются при строгом контролировании pH жидкости, применяемой для изолирования алкалоидов, и практически не зависят от природы этой жидкости (буферный раствор, растворы виннокаменной, щавелевой кислот).
4. У отравленных per os животных больше всего алкалоидов удается обнаружить в желудке, затем в печени, кишечнике, мозге, почках, сердце и др.
5. Значительная часть алкалоидов выделяется мочой до наступления смерти животного.